Preview

Вестник анестезиологии и реаниматологии

Расширенный поиск

Влияние севофлурана на активацию нейтрофилов человека в моделях ex vivo

https://doi.org/10.21292/2078-5658-2022-19-1-32-39

Полный текст:

Аннотация

Цель: изучить влияние различных концентраций севофлурана на активацию нейтрофилов человека в модели ex vivo.

Материалы и методы. Исследование проведено на клеточной культуре нейтрофилов венозной крови 5 здоровых мужчин. Активацию нейтрофилов под действием липополисахарида (ЛПС) и пептид хемотаксиса N-формил-метионин-лейцин-фенилаланин (fMLP) в качестве стимуляторов оценивали по уровню экспрессии CD11b и CD66b, ИЛ-1β, ИЛ-6 и ИЛ-8, уровню фосфорилирования гликоген-синтаза-киназы-3β (GSK-3β). Для оценки апоптоза использовали аннексин V и йодистый пропидий. Проводили экспозицию нейтрофилов с 0,5, 1 и 1,5 МАК севофлурана для оценки влияния препарата на их активацию.

Результаты. Инкубация нейтрофилов с ЛПС и fMLP статистически значимо повышала экспрессию данных молекул: при обработке ЛПС в дозе 200 нг/мл экспрессия CD11b и CD66b увеличилась в 2,3 и 2,2 раза (p = 0,002 и p = 0,001 соответственно), а при обработке fMLP в дозе 100 нM ‒ в 1,7 и 2,0 раза (p = 0,025 и p = 0,03 соответственно). При инкубации нейтрофилов с такой же концентрацией ЛПС после экспозиции севофлурана в дозе 1,5 МАК уровень экспрессии CD11b и CD66b увеличился по сравнению с интактными нейтрофилами. Изменение экспрессии CD11b в данном эксперименте было статистически незначимым (p = 0,055), изменение экспрессии CD66b – статистически значимым (p = 0,007). Таким образом, экспозиция севофлурана в дозе 1,5 МАК снижает провоспалительную активацию нейтрофилов под действием ЛПС.

Заключение. Стимуляция нейтрофилов ЛПС сопровождалась дефосфорилированием GSK-3β, а экспозиция с 1,5 МАК севофлурана ‒ фосфорилированием. Таким образом, фосфорилирование GSK-3β в нейтрофилах под действием севофлурана снижает экспрессию CD11b и CD66b.

Об авторах

Д. О. Старостин
НИИ общей реаниматологии им. В. А. Неговского Федерального научно-клинического центра реаниматологии и реабилитологии
Россия

Старостин Даниил Олегович, ассистент кафедры анестезиологии и реаниматологии Института высшего и дополнительного профессионального образования.

107031, Москва, ул. Петровка д. 25, стр. 2



А. Н. Кузовлев
НИИ общей реаниматологии им. В. А. Неговского Федерального научно-клинического центра реаниматологии и реабилитологии
Россия

Кузовлев Артем Николаевич, доктор медицинских наук, доцент, заместитель директора – руководитель.

107031, Москва, ул. Петровка д. 25, стр. 2



О. А. Гребенчиков
НИИ общей реаниматологии им. В. А. Неговского Федерального научно-клинического центра реаниматологии и реабилитологии
Россия

Гребенчиков Олег Александрович, доктор медицинских наук, главный научный сотрудник.

107031, Москва, ул. Петровка д. 25, стр. 2



В. Т. Долгих
НИИ общей реаниматологии им. В. А. Неговского Федерального научно-клинического центра реаниматологии и реабилитологии
Россия

Долгих Владимир Терентьевич, доктор медицинских наук, профессор, главный научный сотрудник, заслуженный деятель науки РФ.

107031, Москва, ул. Петровка д. 25, стр. 2



Список литературы

1. Гребенчиков О. А., Касаткина И. С., Каданцева К. К. и др. Влияние лития хлорида на активацию нейтрофилов под действием сыворотки пациентов с септическим шоком // Общая реаниматология. ‒ 2020. ‒ Т. 16, № 5. ‒ С. 45‒55. https://doi.org/10.15360/1813-9779-2020-5-45-55.

2. Образцов И. В., Годков М. А., Кулабухов В. В. и др. Функциональная активность нейтрофилов при ожоговом сепсисе // Общая реаниматология. ‒ 2017. ‒ Т. 13, № 2. ‒ С. 40‒51. https://doi.org/10.15360/1813-9779-2017-2-40-51.

3. Остроумова О. Д., Кочетков А. И., Павлеева Е. Е. и др. Лекарственно-индуцированные нейтропения и агранулоцитоз // Безопасность и риск фармакотерапии. ‒ 2020. ‒ Т. 8, № 3. ‒ С. 109–122. https://doi.org/10.30895/ 2312-7821-2020-8-3-109-122.

4. Alleva R. Lymphocyte DNA damage precedes DNA repair or cell death after orthopaedic surgery under general anaesthesia // Mutagenesis. ‒ 2003. ‒ Vol. 18, № 5. ‒ P. 423‒428. doi:10.1093/mutage/geg013.

5. Bartaula-Brevik S., Lindstad Brattas M. K. et al. Splenic tyrosine kinase (SYK) inhibitors and their possible use in acute myeloid leukemia // Expert. Opin. Investig. Drugs. ‒ 2018. ‒ Vol. 27, № 4. ‒ P. 377‒387. doi:10.1080/13543784. 2018.1459562.

6. Beck-Schimmer B., Baumann L., Restin T. et al. Sevoflurane attenuates systemic inflammation compared with propofol, but does not modulate neuro-inflammation: A laboratory rat study // Eur. J. Anaesthesiol. ‒ 2017. ‒ Vol. 34, № 11. ‒ P. 764‒775. doi:10.1097/EJA.0000000000000668.

7. Borgquist J. D., Quinn M. T., Swain S. D. Adhesion to extracellular matrix proteins modulates bovine neutrophil responses to inflammatory mediators // J. Leukoc. Biol. ‒ 2002. ‒ Vol. 71, № 5. ‒ P. 764‒774.

8. Braz M. G., Braz L. G., Barbosa B. S. et al. DNA damage in patients who underwent minimally invasive surgery under inhalation or intravenous anesthesia // Mutat. Res. Toxicol. Environ. Mutagen. ‒ 2011. ‒ Vol. 726, № 2. ‒ P. 251‒254. doi:10.1016/j.mrgentox.2011.09.007.

9. Brill A., Fuchs T. A., Savchenko A. S. et al. Neutrophil extracellular traps promote deep vein thrombosis in mice: NETs promote deep vein thrombosis // J. Thromb. Haemost. ‒ 2012. ‒ Vol. 10, № 1. ‒ P. 136‒144. doi:10.1111/j.1538- 7836.2011.04544.x.

10. Butterfield T. A., Best T. M., Merrick M. A. The dual roles of neutrophils and macrophages in inflammation: a critical balance between tissue damage and repair // J. Athl. Train. ‒ 2006. ‒ Vol. 41, № 4. ‒ P. 457‒465. PMID: 17273473PMCID: PMC1748424.

11. De Conno E., Steurer M. P., Wittlinger M. et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation // Anesthesiology. ‒ 2009. ‒ Vol. 110, № 6. ‒ P. 1316‒1326. doi:10.1097/ALN.0b013e3181a10731.

12. Fuchs T. A., Brill A., Duerschmied D. et al. Extracellular DNA traps promote thrombosis // Proc. Natl. Acad. Sci. ‒ 2010. ‒ Vol. 107, № 36. ‒ P. 15880‒15885. doi:10.1073/pnas.1005743107.

13. Grommes J., Soehnlein O. Contribution of neutrophils to acute lung injury // Mol. Med. ‒ 2011. ‒ Vol. 17, № 3‒4. ‒ P. 293‒307. doi:10.2119/molmed.2010.00138.

14. Hayes J. K., Havaleshko D. M., Plachinta R. V. et al. Isoflurane pretreatment supports hemodynamics and leukocyte rolling velocities in rat mesentery during lipopolysaccharide-induced inflammation // Anesth. Analg. ‒ 2004. ‒ Vol. 98, № 4. ‒ P. 999‒1006. doi:10.1213/01.ANE.0000104584.91385.1D.

15. Jonsson H., Allen P., Peng S. L. Inflammatory arthritis requires Foxo3a to prevent Fas ligand-induced neutrophil apoptosis // Nat. Med. ‒ 2005. ‒ Vol. 11, № 6. ‒ Р. 666‒671. doi:10.1038/nm1248.

16. Karabıyık L., Şardaş S., Polat U. et al. Comparison of genotoxicity of sevoflurane and isoflurane in human lymphocytes studied in vivo using the comet assay // Mutat. Res. Toxicol. Environ. Mutagen. ‒ 2001. ‒ Vol. 492, № 1‒2. ‒ P. 99‒107. doi:10.1016/S1383-5718(01)00159-0.

17. Koutsogiannaki S., Hou L., Babazada H. et al. The volatile anesthetic sevoflurane reduces neutrophil apoptosis via Fas death domain-Fas‐associated death domain interaction // FASEB J. ‒ 2019. ‒ Vol. 33, № 11. ‒ P. 12668‒12679. doi:10.1096/fj.201901360R.

18. Mortaz E., Alipoor S. D., Adcock I. M. et al. Update on neutrophil function in severe inflammation // Front. Immunol. ‒ 2018. ‒ Vol. 9. ‒ P. 2171. doi:10.3389/fimmu.2018.02171.

19. Moss R. B., Mistry S. J., Konstan M. W. et al. Safety and early treatment effects of the CXCR2 antagonist SB-656933 in patients with cystic fibrosis // J. Cyst. Fibros. ‒ 2013. ‒ Vol. 12, № 3. ‒ P. 241‒248. doi:10.1016/j.jcf.2012.08.016.

20. Nicholson G. C., Tennant R. C., Carpenter D. C. et al. A novel flow cytometric assay of human whole blood neutrophil and monocyte CD11b levels: Upregulation by chemokines is related to receptor expression, comparison with neutrophil shape change, and effects of a chemokine receptor (CXCR2) antagonist // Pulm. Pharmacol. Ther. ‒ 2007. ‒ Vol. 20, № 1. ‒ P. 52‒59. doi:10.1016/j.pupt.2005.11.009.

21. O’Byrne P. M., Metev H., Puu M. et al. Efficacy and safety of a CXCR2 antagonist, AZD5069, in patients with uncontrolled persistent asthma: a randomised, double-blind, placebo-controlled trial // Lancet. Respir. Med. ‒ 2016. ‒ Vol. 4, № 10. ‒ P. 797‒806. doi:10.1016/S2213-2600(16)30227-2.

22. Park D. W., Jiang S., Liu Y. et al. GSK3β-dependent inhibition of AMPK potentiates activation of neutrophils and macrophages and enhances severity of acute lung injury // Am. J. Physiol.-Lung Cell Mol. Physiol. ‒ 2014. ‒ Vol. 307, №10. ‒ P. 735‒745. doi:10.1152/ajplung.00165.2014.

23. Rodríguez-González R., Baluja A., Veiras Del Río S. et al. Effects of sevoflurane postconditioning on cell death, inflammation and TLR expression in human endothelial cells exposed to LPS // J. Transl. Med. ‒ 2013. ‒ Vol. 11, № 1. ‒ P. 87. doi:10.1186/1479-5876-11-87.

24. Schilling T., Kozian A., Senturk M. et al. Effects of volatile and intravenous anesthesia on the alveolar and systemic inflammatory response in thoracic surgical patients // Anesthesiology. ‒ 2011. ‒ Vol. 115, № 1. ‒ P. 65‒74. doi:10.1097/ALN.0b013e318214b9de.

25. Schmidt T., Brodesser A., Schnitzler N. et al. CD66b overexpression and loss of C5a receptors as surface markers for staphylococcus aureus-induced neutrophil dysfunction // PLOS ONE. ‒ 2015. ‒ Vol. 10, № 7. ‒ Р. e0132703. doi:10.1371/journal.pone.0132703.

26. Serhan C. N., Levy B. D. Resolvins in inflammation: emergence of the pro-resolving superfamily of mediators // J. Clin. Invest. ‒ 2018. ‒ Vol. 128, № 7. ‒ P. 2657‒2669. doi:10.1172/JCI97943.

27. Siddiqi M., Garcia Z. C., Stein D. S. et al. Relationship between oxidative burst activity and CD11b expression in neutrophils and monocytes from healthy individuals: Effects of race and gender // Cytometry. ‒ 2001. ‒ Vol. 46, № 4. ‒ P. 243‒246. doi:10.1002/cyto.1134.

28. Therrien A., Chapuy L., Bsat M. et al. Recruitment of activated neutrophils correlates with disease severity in adult Crohn’s disease: Activated neutrophils in Crohn’s Disease // Clin. Exp. Immunol. ‒ 2019. ‒ Vol. 195, № 2. ‒ P. 251‒264. doi:10.1111/cei.13226.

29. Westhovens R., Taylor P. C., Alten R. et al. Filgotinib (GLPG0634/GS-6034), an oral JAK1 selective inhibitor, is effective in combination with methotrexate (MTX) in patients with active rheumatoid arthritis and insufficient response to MTX: results from a randomised, dose-finding study (DARWIN 1) // Ann Rheum Dis. ‒ 2017. ‒ Vol. 76, № 6. ‒ P. 998‒1008. doi:10.1136/annrheumdis-2016-210104.

30. Xu J., Zhang X., Pelayo R. et al. Extracellular histones are major mediators of death in sepsis // Nat. Med. ‒ 2009. ‒ Vol. 15, № 11. ‒ P. 1318‒1321. doi:10.1038/nm.2053


Рецензия

Для цитирования:


Старостин Д.О., Кузовлев А.Н., Гребенчиков О.А., Долгих В.Т. Влияние севофлурана на активацию нейтрофилов человека в моделях ex vivo. Вестник анестезиологии и реаниматологии. 2022;19(1):32-39. https://doi.org/10.21292/2078-5658-2022-19-1-32-39

For citation:


Starostin D.O., Kuzovlev A.N., Grebenchikov O.A., Dolgikh V.T. Effect of Sevoflurane on Activation of Human Neutrophiles in Ex Vivo Models. Messenger of ANESTHESIOLOGY AND RESUSCITATION. 2022;19(1):32-39. (In Russ.) https://doi.org/10.21292/2078-5658-2022-19-1-32-39



Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2078-5658 (Print)
ISSN 2541-8653 (Online)